Взаимодействие везикул штаммов Vibrio cholerae O1 El Tor с клетками-мишенями

Авторы

  • Ольга Александровна Якушева Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия
  • Людмила Павловна Алексеева Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия
  • Вероника Вячеславовна Евдокимова Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия
  • Мисак Геворгович Мелоян Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия
  • Диана Игоревна Симакова Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия

DOI:

https://doi.org/10.17072/1994-9952-2026-2-179-190

Ключевые слова:

Vibrio cholerae, везикулы наружных мембран, липополисахариды, холерный токсин, адгезия к клеткам-мишеням

Аннотация

Установлено, что типичный штамм и геноварианты Vibrio cholerae О1 при культивировании в течение 18 ч на агаре Мартена с добавлением 0.1% желчи образуют везикулы наружной мембраны (ВНМ). С помощью трансмиссионной электронной микроскопии показано, что везикулы V. cholerae О1 El Tor в жидкой и плотной среде имеют целую, непрерывную мембрану. При визуальной оценке препаратов везикул обнаружено, что они сферической формы, а диапазон их размеров находится в пределах от 50 до 200 нм. Отработана методика конъюгации ВНМ, полученных из бульонных и агаровых культур типичного штамма и геновариантов V. cholerae O1 El Tor и моноклональных антител (МКА) к белку наружной мембраны OmpU с ФИТЦ. Определены оптимальные концентрации ВНМ, дающие четкий флуоресцентный сигнал. Установлено взаимодействие везикул наружной мембраны холерных вибрионов с клетками-мишенями на основе флуоресцирующих МКА и флуоресцентно-меченых везикул. Показано, что в течение 20 мин ВНМ агрегируют и связываются с клеточной плазматической мембраной. Через час начинается интернализация. Через 3 часа практически все везикулы проникают в клетки-мишени. Отмечено, что ВНМ, образуемые типичным штаммом и геновариантами V. cholerae O1 El Tor, выделенные из бульонных и агаровых культур, интернализуются клетками-мишенями и накапливаются внутриклеточно за одинаковое время. В использованных экспериментальных условиях не было выявлено участия липополисахаридов в интернализации везикул V. cholerae О1 El Tor клетками-мишенями. На модели культуры клеток двух линий кишечного эпителия Caсo-2 и HuTu 80 показано также, что ВНМ усиливают способность бактериальных клеток прикрепляться к эпителиальным клеткам кишечника.

Биографии авторов

  • Ольга Александровна Якушева, Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия
    научный сотрудник
  • Людмила Павловна Алексеева , Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия
    д-р биол. наук, профессор
  • Вероника Вячеславовна Евдокимова , Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия
    канд. биол. наук, старший научный сотрудник
  • Мисак Геворгович Мелоян, Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия
    младший научный сотрудник
  • Диана Игоревна Симакова , Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора, Ростов-на-Дону, Россия
    канд. биол. наук, ведущий научный сотрудник

Библиографические ссылки

Список источников

1. Алексеева Л.П. и др. Продукция холерного токсина и его локализация в составе везикул гено-вариантов Vibrio cholerae El Tor // Проблемы особо опасных инфекций. 2024. № 2. С. 62–69. DOI: 10.21055/0370-1069-2024-2-62-69.

2. Антитела. Методы / под ред. Д. Кэтти. М.: Мир, 1991. Т. 1. 287 с.

3. Аронова Н.В. и др. Роль везикул наружных мембран возбудителей особо опасных инфекций в патогенезе и иммуногенезе инфекционного процесса // Проблемы особо опасных инфекций. 2021. № 4. С. 6–15. DOI: 10.21055/0370-1069-2021-4-6-15. EDN: DLWWQC

4. Божокина Е.С., Берсон Ю.М. Роль мембранных везикул Serratia grimesii при взаимодействии бактерий с клетками Caco-2 // Цитология. 2021. T. 63, № 1. С. 43–52. DOI: 10.31857/S0041377121010028. EDN: SWTPSB

5. Дуванова О.В. и др. Композиционный состав везикул атоксигенных штаммов Vibrio cholerae O1 El Tor и O139 серогрупп // Проблемы особо опасных инфекций. 2024. № 4. С.70–77. DOI: 10.21055/0370-1069-2024-4-70-77. EDN: DSVSUU

6. Евдокимова В.В. и др. Иммуноферментные методы анализа в диагностике холеры // Клиниче-ская лабораторная диагностика. 2016. № 5. С. 303–307. DOI: 10.18821/0869-2084-2016-61-5-303-307. EDN: VZXGQX

7. Заднова С.П. Функциональная роль ToхR-регулируемых белков внешней мембраны Vibrio cholerae // Проблемы особо опасных инфекций. 2004. № 1(87). С. 9–13. EDN: HUWBIB

8. Заднова С.П. и др. Сравнительный анализ адаптационных свойств типичных и генетически из-мененных штаммов Vibrio cholerae биовара El Tor // Журнал микробиологии, эпидемиологии и им-мунобиологии. 2019. № 2. С. 25–30. DOI: 10.36233/0372-9311-2019-2-25-30. EDN: DFXKCQ

9. Омельченко Н.Д. и др. Особенности биогенеза везикул наружных мембран микроорганизмов, их иммуногенная, протективная и адьювантная способность // Эпидемиология и вакцинопрофилакти-ка. 2023. T. 22, № 2. С. 117–123. DOI: 10.31631/2073-3046-2023-22-2-117-123. EDN: TJPJSG

10. Патент на изобретение RU 2595423 C2, 27.08.2016. Способ оценки адгезивных свойств холер-ных вибрионов Vibrio cholerae O1 El Tor и Vibrio cholerae O139 на клеточной культуре HuTu 80 / О.А. Татаренко, В.А. Коршенко, С.В. Титова, Л.П. Алексеева, И.Я. Черепахина

11. Фрешни Р.Я. Культура животных клеток. Практическое руководство. М.: Лаборатория знаний, 2018. 791 с.

12. Якушева О.А. и др. Везикулы типичных и геновариантов штаммов холерных вибрионов О1 Эль Тор, их выделение и характеристика // Вестник Пермского университета. Сер. Биология. 2024. Вып. 1. С. 61‒73. DOI: 10.17072/1994-9952-2024-1-61-73. EDN: QWEAFA

13. Avila-Calderón E.D. et al. The Outer Membrane Vesicles of Aeromonas hydrophila ATCC® 7966TM: A Proteomic Analysis and Effect on Host Cells // Front Microbiol. 2018. Vol. 16. Art. 2765. DOI: 10.3389/fmicb.2018.02765.

14. Bauman S.J., Kuehn M.J. Pseudomonas aeruginosa vesicles associate with and are internalized by human lung epithelial cells // BMC Microbiol. 2009. Vol. 9. Art. 26. DOI: 10.1186/1471-2180-9-26. EDN: ARTGIM

15. Bielaszewska M. et al. Host cell interactions of outer membrane vesicle-associated virulence fac-tors of enterohemorrhagic Escherichia coli O157: intracellular delivery, trafficking and mechanisms of cell injury // PLoS Pathog. 2017. Vol. 13(2). Art. e1006159. DOI: 10.1371/journal.ppat.1006159. EDN: YGGFMD

16. Bielig H. et al. NOD-like receptor activation by outer membrane vesicles from Vibrio cholerae non-O1 non-O139 strains is modulated by the quorum-sensing regulator HapR // Infect Immun. 2011. Vol. 799, № 4. P. 1418–1427. DOI: 10.1128/IAI.00754-10.

17. Cai W. et al. Bacterial outer membrane vesicles, a potential vaccine candidate in interactions with host cells based // Diagn. Pathol. 2018. Vol. 13, № 1. Art. 95. DOI: 10.1186/s13000-018-0768-y. EDN: PHIBSO

18. Chatterjee D., Chaudhuri K. Association of cholera toxin with Vibrio cholerae outer membrane ves-icles whichare internalized by human intestinal epithelial cells // FEBS Lett. 2011. Vol. 585. P. 1357–1362. DOI: 10.1016/j.febslet.2011.04.017.

19. Ellis T.N., Kuehn M.J. Virulence and immunomodulatory roles of bacterial outer membrane vesi-cles // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2010. Vol. 74, № 1. P. 81–94.

20. Elluri S. et al. Outer Membrane Vesicles Mediate Transport of Biologically Active Vibrio cholerae Cytolysin (VCC) from V. cholerae Strains // PLoS One. 2014. Vol. 9, № 9. DOI: 10.1371/journal.pone.0106731.

21. Furuta N. et al. Porphyromonas gingivalis outer membrane vesicles enter human epithelial cells via an endocytic pathway andare sorted to lysosomal compartments // Infect. Immun. 2009. Vol. 77. P. 4187–4196. DOI: 10.1128/IAI.00009-09.

22. Guerrero-Mandujano A. et al. The outer membrane vesicles: Secretion system type zero // Traffic. 2017. Vol. 18, № 7. P. 425–432. DOI: 10.1111/tra.12488. EDN: YFANXB

23. Kesty N.C. et al. Enterotoxigenic Escherichia coli vesicles target toxin delivery into mammalian cells // EMBO J. 2004. Vol. 23, № 23. P. 4538–4549. DOI: 10.1038/sj.emboj.7600471.

24. Lowry O.H. et al. Protein measurement with the folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. Vol. 193, № 1. P. 265–275.

25. Macion A. et al. Delivery of Toxins and Effectors by Bacterial Membrane Vesicles // Toxins Basel. 2021. Vol. 13, № 12. Art. 845. DOI: 10.3390/toxins13120845. EDN: RJEPPV

26. Mondal A. et al. Cytotoxic and Inflammatory Responses Induced by Outer Membrane Vesicle-Associated Biologically Active Proteases from Vibrio cholerae // Infect Immun. 2016. Vol. 84, № 5. P. 1478–1490. DOI: 10.1128/IAI.01365-15.

27. Moal V.L., Servina A.L. Pathogenesis of Human Enterovirulent Bacteria: Lessons from Cultured, Fully Differentiated Human Colon Cancer Cell Lines // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2013. Vol. 77, № 3. P. 380–439. DOI: 10.1128/MMBR.00064-12. EDN: RMKOLF

28. My Le L.H. et al. Campylobacter jejuni extracellular vesicles harboring cytolethal distending toxin bind host cell glycans and induce cell cycle arrest in host cells // Microbiol Spectr. 2024. Vol. 12, № 3. Art. e0323223. DOI: 10.1128/spectrum.03232-23.

29. O’Donoghue E.J. et al. Lipopolysaccharide structure impacts the entry kinetics of bacterial outer membrane vesicles into host cells // PLoS Pathog. 2017. Vol. 13, № 11. Art. e1006760. DOI: 10.1371/journal.ppat.1006760.

30. O’Donoghue E.J., Krachler A.M. Mechanisms of outer membrane vesicle entry into host cells // Cell Microbiol. 2016. Vol. 18, № 11. P. 1508–1517. DOI: 10.1111/cmi.12655.

31. Olofsson A. et al. Uptake of Helicobacter pylori vesicles is facilitated by clathrin-dependent and clathrin-independent endocytic pathways // mBio. 2014. Vol. 5, № 3. Art. e00979-14. DOI: 10.1128/mBio.00979-14.

32. Parker H. et al. Uptake of Helicobacter pylori outer membrane vesicles by gastric epithelial cells // Infect. Immun. 2010. Vol. 78. P. 5054–5061. DOI: 10.1128/IAI.00299-10.

33. Potapova A. Outer membrane vesicles and the outer membrane protein OmpU govern Vibrio chol-erae biofilm matrix assembly // mBio. 2024. Vol. 15, № 2. Art. e0330423. DOI: 10.1128/mbio.03304-23. EDN: HCDSHV

34. Rasti E.S., Brown A.C. Cholera Toxin Encapsulated within Several Vibrio cholerae O1 Serotype Inaba Outer Membrane Vesicles Lacks a Functional B-Subunit // Toxins (Basel). 2019. Vol. 11, № 4. Art. 207. DOI: 10.3390/toxins11040207.

35. Reyes-Robles T. et al. Vibrio cholerae Outer Membrane Vesicles Inhibit Bacteriophage Infection // J. Bacteriol. 2018. Vol. 200, № 15. Art. e00792-17. DOI: 10.1128/JB.00792-17.

36. Rompikuntal P.K. et al. Outer Membrane Vesicle-Mediated Export of Processed PrtV Protease from Vibrio cholera // PLoS One. 2015. Vol. 10, № 7. Art. e0134098. DOI: 10.1371/journal.pone.0134098.

37. Sjöström A.E. Membrane vesicle-mediated release of bacterial RNA // Sci. Rep. 2015. Vol. 5. Art. 15329. DOI: 10.1038/srep15329.

38. Westphal O. Bacterial lipopolysaccharides. Extraction with phenol-water and further applications of the procedure // Methods Carbohydr. Chem. 1965. Vol. 5. P. 83–91.

39. Zingl F.G. et al. Outer Membrane Vesicles of Vibrio cholerae Protect and Deliver Active Cholera Toxin to Host Cells via Porin-Dependent Uptake // mBio. 2021. Vol. 12, № 3. Art. e00534-21. DOI: 10.1128/mBio.00534-21. EDN: EOFAIP

References

1. Alekseeva L.P., Yakusheva O.A., Evdokimova V.V., Meloyan M.G., Zyuzina V.P. [Production of cholera toxin and its localization in the vesicles of Vibrio cholerae El Tor genovariants]. Problemy osobo opasnych infekcij. No. 2 (2024): pp. 62-69. (In Russ.). DOI: 10.21055/0370-1069-2024-2-62-69.

2. Catty D., ed. Antitela. Metody [Antibodies. Methods]. Moscow, Mir Publ., 1991, V. 1. 387 p. (In Russ.).

3. Aronova N.V., Pavlovich N.V., Tsimbalistova M.V., Golovin S.N., Anisimova A.S. [The role of vesi-cles of the outer membranes of pathogens of especially dangerous infections in the pathogenesis and im-munogenesis of the infectious process]. Problemy osobo opasnych infekcij. No. 4 (2021): pp. 6-15. (In Russ.).DOI: 10.21055/0370-1069-2021-4-6-15. EDN: DLWWQC

4. Bozhokina E.S., Berson Yu.M. [The role of membrane vesicles of Serratia grimesii in the interaction of bacteria with Caco-2 cells]. Citologija. V. 63, No. 1 (2021): pp. 43-52. (In Russ.). DOI: 10.31857/S0041377121010028. EDN: SWTPSB

5. Duvanova O.V., Shipko E.S., Pisanov R.V., Tsyrulina O.A., Chemisova O.S., Evdokimova V.V. et al. [Composition of vesicles of atoxigenic strains of Vibrio cholerae O1 El Tor and O139 serogroups]. Prob-lemy osobo opasnych infekcij. No. 4 (2024): pp. 70–77. (In Russ.). DOI: 10.21055/0370-1069-2024-4-70-77. EDN: DSVSUU

6. Evdokimova V.V., Alekseeva L.P., Kretenchuk O.F., Kruglikov V.D., Arkhangelskaya I.V., Bursha O.S. [Enzyme immunoassay methods in the diagnosis of cholera]. Kliničeskaja laboratornaja diagnostika. No. 5 (2016): pp. 303-307. (In Russ.). DOI: 10.18821/0869-2084-2016-61-5-303-307. EDN: VZXGQX

7. Zadnova S.P. [Functional role of ToxR-regulated proteins of the outer membrane of Vibrio cholera]. Problemy osobo opasnych infekcij. No. 1(87) (2004): pp. 9-13. (In Russ.). EDN: HUWBIB

8. Zadnova S.P., Kritsky A.A., Plekhanov N.A., Cheldyshova N.B., Smirnova N.I. [Comparative analysis of adaptation properties of typical and genetically modified strains of Vibrio cholerae biovar El Tor]. Žur-nal mikrobiologii, èpidemiologii i immunobiologii. No. 2 (2019): pp. 25-30. (In Russ.). DOI: 10.36233/0372-9311-2019-2-25-30. EDN: DFXKCQ

9. Omelchenko N.D., Ivanova I.A., Duvanova O.V., Shipko E.V., Filippenko A.V., Trufanova A.A. [Fea-tures of the biogenesis of outer membrane vesicles of microorganisms, their immunogenic, protective and adjuvant ability]. Èpidemiologija i vakcinoprofilaktika. V. 22, No. 2 (2023): pp. 117-123. (In Russ.). DOI: 10.31631/2073-3046-2023-22-2-117-123. EDN: TJPJSG

10. Patent for invention RU 2595423 C2, 27.08.2016. [Method for assessing the adhesive properties of cholera vibrios Vibrio cholerae O1 El Tor and Vibrio cholerae O139 on HuTu 80 cell culture]. O.A. Tatarenko, V.A. Korshenko, S.V. Titova, L.P. Alekseeva, I.Ya. Cherepakhina. (In Russ.).

11. Freshni R.Ya. Kul’tura životnych kletok [Culture of animal cells. A practical guide]. Moscow, La-boratorija znanij Publ., 2018. 691 p. (In Russ.).

12. Yakusheva O.A., AlekseevaL.P., Evdokimova V.V., Meloyan M.G., Zyuzina V.P., Simakova D.I. [Vesicles of typical and genovariants of strains of cholera vibrios O1 El Tor, their isolation and character-istics]. Bulletin of the Perm University. Biology. Iss. 1 (2024): pp. 61-73. (In Russ.). DOI:10.17072/1994-9952-2024-1-61-73.

13. Avila-Calderón E.D., Otero-Olarra J.E., Flores-Romo L., Peralta H., Aguilera-Arreola M.G. et al. The Outer Membrane Vesicles of Aeromonas hydrophila ATCC® 7966TM: A Proteomic Analysis and Effect on Host Cells. Front Microbiol. V. 16 (2018). Art. 2765. DOI: 10.3389/fmicb.2018.02765.

14. Bauman S.J., Kuehn M.J. Pseudomonas aeruginosa vesicles associate with and are internalized by human lung epithelial cells. BMC Microbiol. V. 9 (2009). Art. 26. DOI: 10.1186/1471-2180-9-26. EDN: ARTGIM

15. Bielaszewska M., Rüter C., Bauwens A., Greune L., Jarosch K.A., Steil D. et al. Host cell interactions of outer membrane vesicle-associated virulence factors of enterohemorrhagic Escherichia coli O157: in-tracellular delivery, trafficking and mechanisms of cell injury. PLoS Pathog. V. 13(2) (2017). Art. e1006159. DOI: 10.1371/journal.ppat.1006159.

16. Bielig H., Rompikuntal P.K., Dongre M., Zurek B., Lindmark B., Ramstedt M. et al. NOD-like recep-tor activation by outer membrane vesicles from Vibrio cholerae non-O1 non-O139 strains is modulated by the quorum-sensing regulator HapR. Infect Immun. V.799, No. 4. (2011): pp. 1418-1427. DOI: 10.1128/IAI.00754-10.

17. Cai W., Kesavan D.K., Wan J., Abdelaziz M.H., Su Z., Xu H. Bacterial outer membrane vesicles, a potential vaccine candidate in interactions with host cells based. Diagn. Pathol. V. 13, No. 1 (2018). Art. 95. DOI: 10.1186/s13000-018-0768-y. EDN: PHIBSO

18. Chatterjee D., Chaudhuri K. Association of cholera toxin with Vibrio cholerae outer membrane ves-icles whichare internalized by human intestinal epithelial cells. FEBS Lett. V. 585 (2011): pp. 1357-1362. DOI: 10.1016/j.febslet.2011.04.017.

19. Ellis T.N., Kuehn M.J. Virulence and immunomodulatory roles of bacterial outer membrane vesi-cles. Microbiol. Mol. Biol. Rev. V. 74, No. 1 (2010): pp. 81-94.

20. Elluri S., Enow C., Vdovikova S., Rompikuntal P.K., Dongre M., Carlsson S. et al. Outer Membrane Vesicles Mediate Transport of Biologically Active Vibrio cholerae Cytolysin (VCC) from V. cholerae Strains. PLoS One. V. 9, No. 9 (2014). DOI: 10.1371/journal.pone.0106731.

21. Furuta N., Tsuda K., Omori H., Yoshimori T., Yoshimura F., Amano A. Porphyromonas gingivalis outer membrane vesicles enter human epithelial cells via an endocytic pathway andare sorted to lysosomal compartments. Infect. Immun. V. 77 (2009): pp. 4187-4196. DOI: 10.1128/IAI.00009-09.

22. Guerrero-Mandujano А., Hernández-Cortez C., Ibarra J.A., Castro-Escarpulli G. The outer mem-brane vesicles: Secretion system type zero. Traffic. V. 18, No. 7 (2017): pp. 425-432. DOI: 10.1111/tra.12488.

23. Kesty N.C., Mason K.M., Reedy M., Miller S.E., Kuehn M.J. Enterotoxigenic Escherichia coli vesi-cles target toxin delivery into mammalian cells. EMBO J. V. 23, No. 23 (2004): pp. 4538-4549. DOI: 10.1038/sj.emboj.7600471.

24. Lowry O.H. Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the folin phenol rea-gent. J. Biol. Chem. V. 193, No. 1 (1951): pp. 265-275.

25. Macion A., Wyszyńska A., Godlewska R. Delivery of Toxins and Effectors by Bacterial Membrane Vesicles. Toxins Basel. V.13, No. 12 (2021). Art. 845. DOI: 10.3390/toxins13120845.

26. Mondal A., Tapader R., Chatterjee N.S., Ghosh A., Sinha R., Koley H. et al. Cytotoxic and Inflamma-tory Responses Induced by Outer Membrane Vesicle-Associated Biologically Active Proteases from Vibrio cholera. Infect. Immun. V. 84, No. 5 (2016): pp. 1478-1490. DOI: 10.1128/IAI.01365-15.

27. Moal V.L., Servina A.L. Pathogenesis of Human Enterovirulent Bacteria: Lessons from Cultured, Fully Differentiated Human Colon Cancer Cell Lines. Microbiol. Mol. Biol. Rev. V. 77, No. 3 (2013): pp. 380-439. DOI: 10.1128/MMBR.00064-12.

28. My Le L.H., Elgamoudi B., Colon N., Cramond A., Poly F., Ying L. et al. Campylobacter jejuni ex-tracellular vesicles harboring cytolethal distending toxin bind host cell glycans and induce cell cycle ar-rest in host cells. Microbiol. Spectr. V. 12, No. 3 (2024). Art. e0323223. DOI: 10.1128/spectrum.03232-23.

29. O’Donoghue E.J., Sirisaengtaksin N., Browning D.F., Bielska E., Hadis M., Fernandez-Trillo F. et al. Lipopolysaccharide structure impacts the entry kinetics of bacterial outer membrane vesicles into host cells. PLoS Pathog. V. 13, No. 11 (2017). Art. e1006760. DOI: 10.1371/journal.ppat.1006760.

30. O’Donoghue E.J., Krachler A.M. Mechanisms of outer membrane vesicle entry into host cells. Cell Microbiol. V.18, No. 11 (2016): pp. 1508-1517. DOI: 10.1111/cmi.12655.

31. Olofsson A., Skalman L.N., Obi I., Lundmark R., Arnqvist A. Uptake of Helicobacter pylori vesicles is facilitated by clathrin-dependent and clathrin-independent endocytic pathways. mBio. V. 5, No. 3 (2014). Art. e00979-14. DOI: 10.1128/mBio.00979-14.

32. Parker H., Chitcholtan K., Hampton M.B., Keenan J.I. Uptake of Helicobacter pylori outer mem-brane vesicles by gastric epithelial cells. Infect. Immun. V. 78 (2010): pp. 5054-5061. DOI: 10.1128/IAI.00299-10.

33. Potapova A., Garvey W., Dahl P., Guo S., Chang Y., Schwechheimer C. et al. Outer membrane vesi-cles and the outer membrane protein OmpU govern Vibrio cholerae biofilm matrix assembly. mBio. V. 15, No. 2 (2024). Art. e0330423. DOI: 10.1128/mbio.03304-23.

34. Rasti E.S., Brown A.C. Cholera Toxin Encapsulated within Several Vibrio cholerae O1 Serotype Inaba Outer Membrane Vesicles Lacks a Functional B-Subunit. Toxins (Basel). V. 11, no. 4 (2019). Art. 207. DOI: 10.3390/toxins11040207.

35. Reyes-Robles T., Dillard R.S., Cairns L.S., Silva-Valenzuela C.A., Housman M., Ali A. et al. Vibrio cholerae Outer Membrane Vesicles Inhibit Bacteriophage Infection. J. Bacteriol. V. 200, No. 15 (2018). Art. e00792-17. DOI: 10.1128/JB.00792-17.

36. Rompikuntal P.K. et al. Outer Membrane Vesicle-Mediated Export of Processed PrtV Protease from Vibrio cholera. PLoS One. V. 10, No. 7 (2015). Art. e0134098. DOI: 10.1371/journal.pone.0134098.

37. Sjöström A.E., Sandblad L., Uhlin B.E., Wai S.N. Membrane vesicle-mediated release of bacterial RNA. Sci Rep. V. 5 (2015). Art. 15329. DOI: 10.1038/srep15329.

38. Westphal O., Jann K. Bacterial lipopolysaccharides. Extraction with phenol-water and further ap-plications of the procedure. Methods Carbohydr. Chem. V. 5 (1965): pp. 83-91.

39. Zingl F.G., Thapa H.B., Scharf M., Kohl P., Müller A.M., Schild S. Outer Membrane Vesicles of Vib-rio cholerae Protect and Deliver Active Cholera Toxin to Host Cells via Porin-Dependent Uptake. mBio. V. 12, No. 3 (2021). Art. e00534-21. DOI: 10.1128/mBio.00534-21.

Загрузки

Опубликован

2026-07-07

Выпуск

Том 17 № 2 (2026): Вестник Пермского университета. Серия Биология

Раздел

Микробиология

Лицензия

Лицензионный договор на право использования научного произведения в научных журналах, учредителем которых является Пермский государственный национальный исследовательский университет

Скачать лицензионный договор

Текст Договора размещен на сайте Пермского государственного национального исследовательского университета http://www.psu.ru/, а также его можно получить по электронной почте в «Отделе научных периодических и продолжающихся изданий ПГНИУ»: YakshnaN@psu.ru или в редакциях научных журналов ПГНИУ.

Как цитировать

Взаимодействие везикул штаммов Vibrio cholerae O1 El Tor с клетками-мишенями. (2026). Вестник Пермского университета. Серия Биология, 17(2), 179-190. https://doi.org/10.17072/1994-9952-2026-2-179-190

Похожие статьи

31-40 из 509

Вы также можете начать расширеннвй поиск похожих статей для этой статьи.

Наиболее читаемые статьи этого автора (авторов)